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INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN GATOS   Fecha: 05/11/2003
Resumen:
Por  Fausto Andrés Fúnez et al. Congreso Internacional de Reproducción. Barcelona 2000

Contenido:

INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN GATOS

Autores: Fausto Andrés Fúnez; Celia Sanchez, Pablo Pereira

Congreso Internacional de Reproduccion. Barcelona 2000

SUMMARY:We detail the experiences of attended reproduction developed in the cat to apply them to the Iberian Lynx.We explain the collection, valuation and conservation of the sperm, the induction of the estro and ovulation in the female and finally, the laparoscopy insemination with different variants in the cat

 

   INTRODUCCIÓN

  El inicio de los trabajos sobre reproducción asistida en gato doméstico, en el Parque Nacional de Doñana se debió a la necesidad de desarrollar técnicas aplicables a la conservación del Lince ibérico (Lynx pardinus), especie emblemática del Parque, y de la Conservación de la Naturaleza en España.

  El Lince ibérico es una especie endémica de la Península Ibérica, y ha sido catalogado recientemente por la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza, como el felino mas amenazado del mundo. Sus efectivos poblacionales, se estiman en la actualidad entre 600 y 800 ejemplares, y la tendencia a disminuir de forma acelerada, se mantiene.

  Entre las medidas que se han ido planteando y asumiendo para frenar su declive, en 1.991 se acordó iniciar un Plan Experimental de Cría en Cautividad, para lo cual se construyeron instalaciones específicas en la finca “El Acebuche”, colindante con el Parque Nacional.

  La planificación de los trabajos a realizar en este Centro de Cría en Cautividad, se orientó en dos líneas a desarrollar de forma paralela: reproducción natural y reproducción asistida.

  Es bien conocido que la reproducción asistida en felinos es compleja, y en general poco rentable, y que en ningún caso puede, actualmente,  sustituir a la reproducción natural, pero dadas la situación de la especie, y en especial la necesidad de poder contar con la dotación genética del mayor número de animales posible, y de poder asegurar los cruzamientos mas ventajosos, se decidió iniciar una línea de trabajo en estas técnicas.

Se admite de forma general (y algunos datos parciales apoyan esta idea), que la población actual de Lince ibérico, debido a su fragmentación y escaso número, ha perdido buena parte de su diversidad genética original. Mantener una reserva en cautividad de animales en número suficiente para asegurar que no se siga perdiendo, resultaría extraordinariamente caro, y lejos de las posibilidades del Centro de Cría actual (la cifra óptima de animales superaría los 100 individuos). Para paliar este problema, se planteó la creación de un banco de recursos genómicos (gametos, embriones y células vivas), de forma que puedan estar representados en esta “reserva” un número de ejemplares muy superior al de animales cautivos.

Se prevé que, en el futuro, los criterios genéticos habrán de ser determinantes para elegir los emparejamientos adecuados. Sin embargo, los conocimientos adquiridos hasta la fecha sobre animales cautivos, apoyados por los resultados de recientes investigaciones, sugieren que, al menos en situaciones de alta densidad, los Linces tienden a ser monógamos, y eligen su pareja según en función de criterios individuales que probablemente sea imposible manejar. Esto, sin duda traerá como consecuencia que con frecuencia no será posible conseguir de forma natural los emparejamientos que previamente se hayan seleccionado según criterios genéticos, y para obtener los resultados esperados, será necesario recurrir a la reproducción asistida.

Una vez decidido iniciar esta línea de trabajo, que queda pues, plenamente justificada, se optó por empezar a trabajar sobre gato doméstico, con el fin de ensayar y poner a punto las técnicas precisas, y entrenar al personal del Centro, para su posterior aplicación sobre Lince ibérico.

Tras varias visitas a Zoológicos y Centros de Reproducción en Estados Unidos, se decidió seguir inicialmente los protocolos desarrollados en el Conservation & Research Center (National Zoo & Smithsonian Institution) para otras especies de felinos silvestres.

Dado que la finalidad de estos trabajos ha sido siempre su posterior aplicación al Lince, se desecharon a priori métodos que, aunque pueden aplicarse en ocasiones sobre gato doméstico (extracción de semen con vagina artificial, inseminación por vía vaginal sin anestesia), no podrían evidentemente aplicarse a un felino salvaje, de la talla del Lince ibérico. Por ello se ha optado, por ejemplo,  por la extracción de semen mediante electroeyaculación, por un determinado protocolo de inducción del estro (que requiere únicamente dos administraciones de hormonas exógenas), o por la inseminación mediante técnicas invasivas. También se ha tenido en cuenta que con frecuencia no será posible hacer coincidir las extracciones de semen con el momento exacto en que se disponga de una hembra apta para ser inseminada, pese a que realizando inducción hormonal del celo y la ovulación, éste momento sí puede ser predeterminado. Esto será especialmente frecuente a la hora de emplear semen de ejemplares salvajes, a los que se les extraerá en el momento de su captura, que nunca puede predecirse. Por tanto, se han desarrollado también los métodos de criopreservación y descongelación de esperma, sobre gato doméstico.

Existen dos aspectos fundamentales, cuyo conocimiento resultará de vital importancia para la aplicación de la reproducción asistida en Lince ibérico, y sobre los que, aunque se ha empezado a trabajar, todavía no existe información suficiente. Estos dos aspectos son:

1) Estacionalidad en la espermiogénesis en machos.

2) Características del ciclo ovárico en hembras.

Sobre el primero, algunos datos parciales obtenidos fundamentalmente sobre cadáveres recientes, parecen orientar hacia una estacionalidad relativamente larga en la producción de espermatozoides, que coincidiría con los últimos y los primeros meses del año, periodo de celo de esta especie. Sin embargo, el hecho de que se conozcan partos en prácticamente cualquier mes del año, sugiere que o bien la estacionalidad no es muy estricta, o bien la presencia de una hembra en estro estimula la espermiogénesis en el macho que la acompaña.

En cuanto al segundo, se encuentra en marcha un estudio del ciclo ovárico de las hembras, basado en la detección de los niveles del esteroides fecales. Para ello, y durante un periodo de 14 meses, se han recogido diariamente muestras de heces de 3 de las hembras cautivas, y se han enviado a analizar al laboratorio del CRC, para determinar los niveles de estradiol y progesterona. El primero de ellos para determinar el momento o momentos en que se produce el estro, y la segunda para determinar sus niveles basales, ya que al no tener por el momento machos en el Centro de Cría, es imposible obtener gestaciones y por tanto determinar los niveles de progesterona durante la preñez.

Los resultados parciales de que se dispone, no permiten sacar conclusiones todavía, y será necesario esperar a disponer de los análisis de la totalidad de las muestras. Sin embargo, hasta el momento han permitido comprobar que la actividad ovárica parece mantenerse con normalidad pese a que las hembras no muestren signos externos de celo. De hecho, éstos, que son especialmente llamativos, sólo se observaron en los años 1.993, 1.994 y 1.995, mientras en el Centro hubo un macho, muy viejo y lamentablemente estéril, y no han vuelto a registrarse tras la muerte de este animal.

 

RECOGIDA, VALORACIÓN Y CONSERVACIÓN DEL ESPERMA

EXTRACCIÓN DE ESPERMA

La extracción de esperma se realiza mediante electroeyaculación, bajo anestesia profunda. Para prevenir la contaminación urinaria del esperma, el animal es mantenido en ayuno de agua las 24 horas anteriores (además del ayuno preanestésico); una vez bajo anestesia, si la vejiga no se encuentra vacía, se trata de hacerlo mediante masaje.

Aunque no se dispone de información acerca de la utilidad de gran número de agentes, sí se conoce que algunos sedantes pueden relajar la musculatura que rodea la uretra, y pueden provocar así contaminación de la muestra con orina durante la electroeyaculación; tienen este efecto, por ejemplo, la xilazina, el diazepam, y la acepromacina. Aunque existen dudas, parece también que el isofluorano produce relajación de esfínteres. Nosotros utilizamos la  mezcla tiletamina-dolazepam (Zoletil®), que une un buen funcionamiento en electroeyaculaciones, a un alto grado de seguridad en la mayoría de las especies felinas.

  Aunque se dispone de un electroeyaculador comercial, habitualmente se utiliza otro de fabricación propia, que por una parte permite programar con exactitud la duración de los impulsos eléctricos, y de los intervalos de descanso, lo que hace su uso mas sencillo y preciso; y por otra, funciona con baterías recargables, por lo que no es necesario tenerlo conectado a la red mientras funciona, ofreciendo por tanto mayor seguridad y posibilidades de utilización en condiciones de campo.

Se emplea una sonda rectal, de plástico o teflón, cuyo grosor para el gato doméstico es de 12mm. La sonda lleva acoplados en su superficie los electrodos que transmiten los estímulos, en nuestro caso de cobre, con dos posibilidades: anular o longitudinal. En gato doméstico , parecen obtenerse mejores resultados con el diseño longitudinal, con tres electrodos orientados en posición ventral.

El macho, anestesiado, se coloca en decúbito lateral, de forma que pueda accederse fácilmente tanto al ano como al pene. Si hay presencia de heces en el recto, se retiran manualmente. Se lava la zona perineal con agua tibia, y se seca perfectamente; a continuación se lubrifica la sonda, y se inserta rectalmente. La profundidad de la sonda debe perseguir la ubicación de los electrodos sobre la posición esperada de los órganos accesorios; parecen obtenerse mejores resultados variando ligeramente la profundidad durante el proceso.

Es preferible utilizar un régimen estandarizado de estímulos, de forma que puedan ser comparables los resultados entre distintos machos.  Nosotros utilizamos tres series de impulsos, dejando descansar al animal 5-7 minutos entre cada dos series; cada serie se compone a su vez de 30 estímulos, con voltaje creciente; cada estímulo, consta de un impulso de  voltaje creciente durante 1 segundo hasta el voltaje escogido, 3 segundos mantenido en ese voltaje, y reducción brusca a cero, esperando tres segundos antes de iniciarse un nuevo impulso. Se valora si los estímulos producen el efecto deseado (lo que indica que la posición de la sonda y el voltaje son adecuados), por la respuesta de las extremidades posteriores: se aprecia una extensión moderadamente rígida y dirigida lentamente hacia atrás.  La pauta que seguimos habitualmente en gato doméstico (con leves incrementos en el voltaje en el caso de animales muy grandes) es 10 x 2v, 10 x 3v, 10 x 4v; descanso; 10 x 3v, 10 x 4v, 10 x 5v; descanso; 10 x 4v, 10 x 5v, 10 x 6v. Puede existir o no erección durante el proceso, sin que varíe por ello el eyaculado obtenido.

Mientras tienen lugar los estímulos, el esperma es recogido del pene en un vial estéril de plástico, previamente calentado a 37 °C para evitar que se produzca un choque térmico, y tras cada serie se aspiran los restos de esperma de la punta del pene con una micropipeta. El esperma procedente de cada serie se mantiene separadamente hasta el final del proceso, para evitar mezclar porciones de diferentes calidades.

Si el esperma va a ser utilizado para inseminar, el animal debe ser testado frente a FIP/FIV/FeLV, desechándose esta posibilidad si resultara positivo.

VALORACIÓN DE LA MUESTRA

Tras cada serie, se valora la movilidad, el status y el volumen obtenido. El volumen se calcula mediante micropipeta. Una pequeña gota (3µl aprox) se coloca en el microscopio para observación directa, y se calcula el porcentaje de espermatozoides móviles (movilidad), y la calidad del movimiento que muestran (status): 0, si no hay movimiento; 1, si hay leve movimiento de lado a lado sin progresión; 2, si hay movimiento de lado a lado con ocasional y lenta progresión; 3, si hay movimiento de lado a lado con lenta progresión; 4, si hay movimientos de progresión continuos; 5, si hay movimientos de progresión rápidos.

 Tras esta valoración, si las porciones de esperma obtenidas en cada serie muestran una calidad equivalente, se unen, cuidando que la temperatura de las tres sea la misma para evitar choque térmico, y se hace una nueva valoración de la movilidad y el status del conjunto.

 Para el cálculo de la concentración de espermatozoides, pueden emplearse los mismos métodos que para recuentos de células sanguíneas. Se calcula:

  • número de espermatozoides por centímetro cúbico de esperma;

  • número de  espermatozoides total en el volumen obtenido;

  • número de espermatozoides móviles por centímetro cúbico de esperma      (según porcentaje de movilidad hallado).

  • número de espermatozoides móviles en el eyaculado (según volumen y      porcentaje de movilidad).  

La morfología puede estudiarse incluyendo una pequeña cantidad de esperma en glutaraldehido al 1%, o formol. Pueden emplearse también extensiones y tinciones habituales; existe una tinción específica (tinción de Pope), que es la que utilizamos habitualmente, ya que permite estudiar simultáneamente la morfología y la integridad del acrosoma, ya que cuando éste se encuentra íntegro se tiñe, como el resto del espermatozoide, de color azul violáceo, y cuando está dañado se tiñe de rosa muy pálido. El estudio morfológico debe realizarse al menos sobre  200 células, incluyendo cada una en las categorías correspondientes: células normales, células con anormalidades primarias, y células con anormalidades secundarias, existiendo a su vez dentro de estas dos últimas categorías diversos grupos.  Las anormalidades primarias incluyen defectos como macrocéfalos, microcéfalos, bicéfalos, acrosomas anormales o inexistentes, ausencia de porción intermedia, cola enroscada, o biflagelados; las anormalidades secundarias incluyen porciones intermedias dobladas, colas dobladas, o presencia de gotas de protoplasma.

Mientras que las características de volumen, movilidad y status, pueden variar con la técnica de recogida empleada, o a lo largo de la vida del animal, dependiendo de factores como estado de salud, status como reproductor, época del año, convivencia con hembras, etc, las características morfológicas (proporción de espermatozoides anormales, y proporción de las diferentes categorías) se consideran específicas de cada individuo, e independientes del método de recogida, debiéndose las variaciones mas a la inexactitud del método de conteo, que a variaciones reales. Elevadas proporciones de espermatozoides anormales suele atribuirse a elevados niveles de consanguinidad.

CONSERVACIÓN DEL ESPERMA PARA UTILIZACIÓN EN FRESCO

Tras cada serie de impulsos, se añade líquido de dilución (Ham’s F-10 con piruvato, glutamina y 5% de FCS) a temperatura de 37°C, y en cantidad equivalente al volumen de esperma obtenido, se mezcla suavemente, y se deja a temperatura ambiente y protegido de la luz.

Cuando se estima que todas las porciones que se desean unir han alcanzado la temperatura ambiente, se mezclan, y se centrifuga el conjunto a 300g durante 10 minutos; el sobrenadante (líquido seminal y medio de dilución) se deshecha. Se añade nuevamente líquido de dilución, a temperatura ambiente; la cantidad dependerá del volúmen final deseado (por ejemplo, 200µl si se desea utilizar 100µl para inseminar en cada cuerno uterino). El conjunto se mantiene en refrigeración hasta un máximo de cinco días.

Para obtener una mejor calidad de la muestra puede, tras eliminarse el sobrenadante, dejar caer líquido de dilución en la parte superior sin mezclar, e incubar de 1 a 2 horas; los espermatozoides móviles tienden a migrar hacia la parte superior durante este tiempo, por lo que el sobrenadante que resulta contiene una proporción de espermatozoides móviles y morfológicamente normales mucho mayor que el eyaculado inicial.

 

CONGELACIÓN DEL ESPERMA EN NITRÓGENO LÍQUIDO

El eyaculado diluido, se centrifuga a 300g durante 10 minutos, y se elimina el sobrenadante, y se añade el medio de congelación, PDV-62 (20% yema de huevo, 11% lactosa, 4% glicerol, agua bidestilada, 1.000 UI penicilinaG/ml, 1.000 mcg estreptomicina/ml), muy lentamente; el volúmen de PDV-62 a añadir se calcula de forma que la muestra final tenga entre 50 y 100 millones de espermatozoides/ml.

Se mantiene durante 30 minutos en refrigeración.

Tras este tiempo, se prepara un bloque de nieve carbónica, al que se le realizan impresiones de 3mm de diámetro y otros 3 de profundidad aproximadamente. Con una pipeta refrigerada, se dejan caer gotas de muestra de 30µl aproximadamente en los orificios. Se espera un mínimo de 3 minutos, para que las bolitas se congelen, y se vuelca el bloque de nieve carbónica sobre un recipiente que contenga nitrógeno líquido, y un criovial previamente identificado. Sin que en ningún momento salgan las bolitas de muestra del nitrógeno líquido, se introducen dentro del criovial, y éste a su vez se traslada al recipiente de almacenaje.

 Para conocer realmente la calidad de la muestra congelada, y de este modo testar si el proceso de congelación fue correcto, se aconseja descongelar una de las bolitas para su valoración. Esto evitará sorpresas desagradables cuando la muestra vaya a ser utilizada, y permitirá calcular el número de bolitas que deberán constituir una dosis seminal.

 

 DESCONGELACIÓN DEL ESPERMA

 Se calienta al baño María un recipiente estéril conteniendo de 100 a 200µl de líquido de dilución, y se introducen en él rápidamente las bolitas congeladas, escurriendo antes el nitrógeno líquido del criovial. El recipiente se mueve en el baño María, para que las bolitas se descongelen con rapidez.

Se valora la movilidad y el status, e inmediatamente se centrifuga a 300g durante 10 minutos para separar el PDV-62. Se elimina el sobrenadante, y se resuspende en líquido de dilución. Se hace un nuevo recuento de espermatozoides móviles, para asegurar que corresponde con la dosis seminal deseada.

El conjunto, se mantiene a 37°C durante al menos 90 minutos para capacitación, antes de su utilización. Se define la capacitación como el proceso fisiológico por el cual un espermatozoide consigue la habilidad para fertilizar un óvulo, e incluye pérdidas o modificaciones de sustancias diversas de la superficie del espermatozoide. En felinos, no se encuentran suficientemente estudiadas las necesidades en este sentido.

INDUCCIÓN DEL ESTRO

El protocolo escogido de inducción del estro mediante la administración de hormonas exógenas en gato doméstico, consiste en la administración de 100UI de PMSG por vía intramuscular, y 100UI de HCG 80 horas después; la inseminación debe realizarse 42 a 47 horas tras la inyección de HCG. Los motivos que nos movieron a escoger este protocolo son, por una parte, la abundante información existente acerca de su funcionamiento en diversas especies de felinos; y, por otra, como ya se comentó, la mayor facilidad de empleo en animales salvajes, al requerir únicamente dos inyecciones. 

Si la inducción ha funcionado de forma correcta, en el momento de la inseminación podrá comprobarse la existencia en ambos ovarios de cuerpos rojos, correspondientes a ovocitos ya liberados, y de folículos maduros.

La inducción debe realizarse durante el anestro, o al menos en un momento en que no existan manifestaciones externas de celo. Si se trata de hembras estacionales, puede no producirse respuesta a la inducción si ésta se realiza durante el periodo en que no hay ciclicidad.

Se admite, aunque nosotros no lo hemos comprobado, que pueden repetirse inducciones con hormonas exógenas transcurridos de 4 a 6 meses.

INSEMINACION EN FELINOS

El objetivo de la inseminación es poder obtener una preñez dirigida en felinos cuando nos parezca conveniente y con independencia del macho.

Para conseguir este fin, primero hemos tenido que obtener un buen semen del macho donante, el semen se puede utilizar bien fresco, refrigerado o congelado.

En segundo lugar tenemos que tener la hembra dispuesta para aceptar este semen, para ello, inducimos el celo.

Cuando ya tenemos el semen y la hembra preparada, debemos de realizar la tercera fase, que es la inseminacion propiamente dicha.

Esta  inseminacion en los felinos, no podemos realizarla de la misma forma que en los caninos, ya que su comportamiento hormonal y sexual es diferente.

Las hembras de felinos son poliéstricas estacionales, con inducción de ovulación por la monta del macho. Esto nos provoca problemas en la inducción del celo y en la inseminacion, dentro de los cuales, los principales problemas son determinar el momento de la ovulación y por tanto de la inseminación, y la dilatación  del cervix y la apertura del cuello uterino  para depositar el semen.

En los felinos y especialmente en los salvajes, el semen hay que situarlo lo más cercano al istmo de las trompas y antes de las 48 horas después de la ovulación y preferiblemente antes de 24 horas, por lo cual hemos probado tres técnicas diferentes: inseminacion por cateterismo de los cuernos uterinos vía vaginal; inseminacion por minilaparotomía dirigida e inseminacion por laparoscopia.

El tiempo de capacitación de los espermatozoides en útero es aproximadamente 1 hora.

En todos los casos, y debido a que queremos utilizar estas técnicas en felinos salvajes, hemos utilizado gatas anestesiadas y hemos considerado siempre necesario una visualización de los ovarios para confirmar la presencia de cuerpos rojos, que nos aseguren que la hembra ha ovulado, y cuantos óvulos han producido, para saber la eficacia del método utilizado de inseminacion.

 La anestesia con ketamina inhibe o retrasa la ovulación, utilizamos como preanestésico midazolan y butorfanol o metomidina y butorfanol y como anestésico isofluorano

La dosis inseminante depende del semen utilizado y la técnica de utilización. El semen utilizado en la mayoría de los casos, sobre todo en felinos salvajes será congelado.

Siempre deberemos depositar 5-10.106 de espermatozoides en cada cuerno uterino, si no obtenemos esta cantidad debemos de enriquecer el semen con mas de un electroeyaculado, hasta conseguir la cantidad  recomendada.

Por todo ello hemos pensados que el mejor método seria la utilización de la endoscopia, ya que nos permitiría visualizar los ovarios y depositar el semen  cerca del istmo para  favorecer la preñez con el menor traumatismo posible y menos cuidados postoperatorios.

Con dos inseminaciones seguidas, separadas 24 horas  e induciendo previamente con 100 UI de CHG en cada inseminación, las probabilidades de fecundación aumentan considerablemente.

Siguiendo pautas rutinarias, se prepara a la gata  para laparoscopia y exploración del aparato urogenital, se rasura todo el abdomen, se desinfecta la zona abdominal, se anestesia  y se coloca en posición de  trendelenburg, se realiza el neumoperitoneo con aguja de verres, en la región infraxifoidea a 2 cm de la línea alba, levantando la pared abdominal, con 2 pinzas, para evitar lesionar las vísceras abdominales. Se coloca un trocar  en región umbilical, también  2 cm lateral a la línea media, para una óptica de 2.7 ó 4 mm, y se introduce la óptica hasta la observación nítida de la cavidad abdominal.

Los cuernos uterinos, se observan debajo de la vejiga de la orina, que emergen en forma de "v" y se dirigen  hacia el ovario respectivo en las inmediaciones de los  riñones.

 Observamos cada uno de los ovarios, para ver anomalías y en caso de que no existan, contar los cuerpos rojos, de cada uno de los cuales se habrá desprendido un óvulo que es el que tratamos de fecundar.

Hasta este punto las tres técnicas empleadas son similares, a partir de aquí, cada técnica se diferencia  y aporta  nuevos enfoques.

 

INSEMINACION CON HISTEROMETRO VIA VAGINAL

 Por medio de un histerometro y por medio de una sonda semirrigida, guiados o no por una óptica se realiza la apertura del cervix y dirigiéndonos hacia cada  uno de los cuernos, depositamos el semen lo mas cerca del istmo de la trompa uterina correspondiente, una vez depositado el semen, se retira la sonda, el histerometro, el trocar y la aguja de verres,  se dan un punto en cada lesión del trocar y aguja y damos por terminado el proceso.

 Esta técnica tiene una dificultad hasta el momento insalvable, es la apertura del cervix y la canalización de los cuernos uterinos hasta las respectivas trompas uterinas

 

INSEMINACION  VIA LAPAROSCOPICA

Una vez localizado uno de los cuernos uterinos, introducimos una pinza laparoscópica por medio de una incisión en piel del abdomen del lado opuesto al ovario localizado, o por medio de un trocar. A través del monitor se sujeta con una pinza o un gancho  el cuerno uterino  al nivel de la trompa y se aproxima a la pared abdominal del mismo lado, con un catéter unido a una jeringa de insulina, con el semen  preparado, se perfora la piel y el cuerno uterino y se deposita el semen en dicho cuerno, estando seguros que estamos en la luz del mismo, se retira la aguja y la pinza y se realiza la operación con el otro cuerno uterino siguiendo el mismo procedimiento anterior.

Se retira el trocar y la aguja de verres y se dan unos puntos en las heridas producidas o bien si se tiene cuidado  y se desliza la piel de los planos musculares, no se dan puntos, o se unen con pegamento especial

 

INSEMINACION VIA MINILAPAROTOMIA DIRIGIDA

Localizado uno de los ovarios, y dirigidos por laparoscopia se realiza una miniincisión en la pared abdominal correspondiente, se exterioriza la  trompa y el cuerno y  se deposita el semen en el cuerno uterino por medio del catéter fino, comprobando que estamos en la luz del cuerno uterino; se realiza un ligero masaje en el cuerno y se introduce en la cavidad abdominal. Se localiza el otro ovario y se realiza la misma técnica para introducir el semen en dicho cuerno.

Se retira el trocar y la aguja de verres y se dan  puntos en las heridas producidas, se dejan sin puntos u se unen con pegamento especial.

Cada una de las técnicas tienen sus ventajas y sus inconvenientes, estamos en este momento valorando cada una de ellas y observando porcentajes de eficacia, asi como problemas postoperatorios y comportamentales y adaptarlas lo mejor posible a  la inseminacion artificial del lince ibérico en principio y simultáneamente  a la inseminacion artificial del gato domestico.

 

UTILIDAD DE ESTOS MÉTODOS EN LA CLÍNICA DEL GATO DOMÉSTICO

  • Creemos que estas técnicas tienen aplicabilidad en la clínica del gato doméstico. Algunos aspectos de interés son:

  • Permiten  obtener información de interés en el testado de machos reproductores.

  • Posibilitan lograr cruzamientos considerados de interés y no conseguidos por vía natural (por problemas comportamentales, patológicos, distancia geográfica o temporal, etc.).

  • Garantizan, si el propietario lo desea, la conservación de forma indefinida de la dotación genética de individuos valiosos (desde el punto de vista económico, afectivo o genético), mediante la crioconservación de su esperma.

 

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AUTORES: Andrés Fúnez, Fausto; Pereira Sieso, Pablo; Sánchez  Sánchez, Celia

CENTRO: CENTRO DE CRIA EN CAUTIVIDAD DEL LINCE IBERICO; CENTRO VETERINARIO PUNTA


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Comentarios sobre INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN GATOS
Autor Puntuación Lecturas Fecha
01. alexandra garcinuño 3 de 5 estrellas! 1709 29/09/2004
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